Composição química e atividade antifúngica in vitro de óleos essenciais de Lippia alba e Lippia turbinata

Norma Hortensia Alvarez
OrcID
María Inés Stegmayer
OrcID
Norma Guadalupe Micheloud
OrcID
Marcela Alejandra Buyatti
OrcID
Marcos Gabriel Derita
OrcID

    Norma Hortensia Alvarez

    Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional del Litoral

    OrcID https://orcid.org/0000-0002-7857-1087

    Sou Engenheiro Agrônomo com mestrado em Cultivos Intensivos e doutorado em Ciências Agrárias, com vasta experiência em gestão de laboratórios de pesquisa, realização de análises físico-químicas e microbiológicas e coordenação de equipes de trabalho. Ao longo de mais de dez anos de experiência profissional em ambientes universitários e científico-tecnológicos, desenvolvi habilidades abrangentes em gestão de laboratórios, incluindo o planejamento e a supervisão de ensaios, o controle de qualidade de resultados analíticos, a validação de metodologias e a conformidade com protocolos de biossegurança e boas práticas de laboratório. Minha especialização concentra-se na realização e supervisão de análises físico-químicas e microbiológicas, particularmente no estudo de patógenos fúngicos e na avaliação de extratos vegetais e óleos essenciais, utilizando ensaios in vitro e in vivo. Possuo sólida experiência em coleta, análise e validação de dados, bem como na elaboração de relatórios técnicos.

    María Inés Stegmayer

    Universidad Nacional del Litoral

    OrcID https://orcid.org/0000-0002-6394-5824

    O conhecimento adquirido durante minha formação, minhas habilidades de trabalho em equipe e meu desejo de trabalhar e aprender me proporcionaram as ferramentas necessárias para desempenhar com eficácia as funções que me proponho a exercer: 1- Recebimento e preparação de amostras de plantas para campanhas de cultivo e/ou ensaios ou experimentos. 2- Experiência adquirida durante meus estudos (Morfologia Vegetal, Botânica Sistemática) e especificamente durante um estágio no INTA e no desenvolvimento da minha tese. 3- Preparação e posterior realização de análises físicas, químicas e biológicas de amostras utilizadas para diversas atividades de diagnóstico em disciplinas específicas (Química, Diagnóstico e Tecnologia da Água, Cultivos Intensivos, entre outras) durante minha graduação. 

    Norma Guadalupe Micheloud

    Universidad Nacional del Litoral

    OrcID https://orcid.org/0000-0002-5646-1469

    Minha graduação é em Agronomia (2007) e meus títulos de pós-graduação incluem um mestrado em Culturas Intensivas (2013) e um doutorado em Ciências Agrárias (2021), ambos obtidos na Faculdade de Ciências Agrárias da Universidade Nacional do Litoral (UNL).
    Atualmente, trabalho como professor e pesquisador em tempo integral, chefe de atividades práticas, no Departamento de Produção Vegetal, Cátedra de Culturas Intensivas (FCA-UNL) e no ICAGRO (CONICET-UNL). Minha área de pesquisa é a Ecofisiologia de Culturas Intensivas. Os resultados são divulgados por meio de artigos científicos, capítulos de livros e apresentações em conferências e workshops. Participo da direção e colaboração de projetos de pesquisa e extensão da UNL, oriento trabalhos de conclusão de curso de graduação e pós-graduação e participo da avaliação de periódicos científicos, trabalhos de conclusão de curso de graduação e pós-graduação e cargos docentes, entre outras atividades.

    Em cargos de gestão universitária, sou codiretor e professor do Mestrado e da Especialização em Culturas Intensivas (FCA-UNL), diretor do curso de Engenharia Agronômica na UNL e faço parte do Comitê Editorial da Revista FAVE, seção de Ciências Agrícolas.

    Marcela Alejandra Buyatti

    Universidad Nacional del Litoral

    OrcID https://orcid.org/0000-0003-1322-0232

    Formada em Engenharia Agronômica pela Universidade Nacional do Litoral (1995), possui mestrado em Cultivos Intensivos pela mesma universidade (2012). Atualmente, é professora titular da Faculdade de Ciências Agrárias da Universidade Nacional do Litoral. Seu trabalho concentra-se em cultivos intensivos nas áreas de floricultura e paisagismo. Suas pesquisas incluem substratos, propagação de plantas ornamentais e a importância e o valor ornamental de espécies nativas no paisagismo. Outras áreas de pesquisa atuais incluem silvicultura urbana e árvores nativas para paisagismo urbano.

    Marcos Gabriel Derita

    Universidad Nacional del Litoral

    OrcID https://orcid.org/0000-0001-8148-936X

    Doutorado em fitoquímica e isolamento bioguiado de compostos antifúngicos ativos contra patógenos humanos. Identificação de espécies vegetais na região, princípios etnobotânicos do uso de plantas medicinais, preparação de extratos e isolamento de seus metabólitos secundários bioativos. Conhecimento de técnicas microbiológicas, isolamento de fungos e bioensaios in vitro e in vivo. Pós-doutorado em técnicas de separação de metabólitos ativos de samambaias do noroeste da Argentina (INQUINOA, Tucumán, Argentina) e métodos computacionais para detecção de porções ativas de moléculas antifúngicas e comparação de relações estrutura-atividade (UNIBO, Bolonha, Itália). Atualmente, pesquisador independente no CONICET com um plano de pesquisa focado no biocontrole botânico de fungos fitopatogênicos que contaminam frutas pós-colheita. Diretor do ICiAgro Litoral.

Palavras-chave

compostos voláteis
atividade antifúngica
patógenos pós-colheita
plantas nativas

Resumo

As doenças fúngicas são uma das causas mais críticas de perdas pós-colheita na produção agrícola, exigindo estratégias de controle mais seguras e sustentáveis. Este estudo avaliou a composição química e a atividade antifúngica in vitro dos óleos essenciais (OEs) de Lippia alba e Lippia turbinata contra Botrytis cinerea, Monilinia fructicola, Rhizopus stolonifer, Colletotrichum nymphaeae, Fusarium hainanense e Penicillium digitatum. O método por volatilização foi aplicado utilizando uma concentração de 1000 ppm, tendo o carbendazim como controle químico. O OE de L. alba inibiu completamente o crescimento de todos os fungos, exceto P. digitatum (47,6 ± 1,4 %), enquanto L. turbinata apresentou 100% de inibição para todas as espécies testadas, sem diferenças significativas em relação ao fungicida (p>0,05). A análise por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas revelou β-linalol (26,72%) e trans-diidrocarvona (16,29%) como principais componentes em L. alba, e (−)-carvona (58,23%) e D-limoneno (27,72%) em L. turbinata. A forte atividade inibitória e os perfis químicos distintos sugerem o potencial de ambas as espécies como fontes de biofungicidas naturais para o manejo de doenças pós-colheita.

Referências

  1. Hui ST, Gifford H, Rhodes J. Emerging Antifungal Resistance in Fungal Pathogens. Curr Clin Micro Rpt. 2024; 11(2): 43-50. Available from: [https://doi.org/10.1007/s40588-024-00219-8].
  2. Eckert JW, Ogawa JM. The chemical control of postharvest diseases: subtropical and tropical fruits. Annu Rev Phytopathol. 1985; 23(1): 421-54. Available from: [https://assets.syngentaebiz.com/images/Eckert%201985.pdf].
  3. Priyadarshi R, Routroy S, Garg GK. Analysis of post-harvest supply chain impediments for rural employability and waste reduction. IJSOM. 2022; 41(1/2): 163. Available from: [https://doi.org/10.1504/IJSOM.2022.121693].
  4. Priyadarshi R, Routroy S, Garg GK. Postharvest supply chain losses: A state-of-the-art literature review and bibliometric analysis. JAMR. 2021; 18(3): 443-67. Available from: [https://doi.org/10.1108/JAMR-03-2020-0040].
  5. Dean R, Van KJAL, Pretorius ZA, Hammond‐Kosack KE, Di Pietro A, Spanu PD, et al. The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology. Mol Plant Pathol. 2012; 13(4): 414-30. Available from: [https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2011.00783.x].
  6. Elad Y, Williamson B, Tudzynski P, Delen N, editors. Botrytis: Biology, Pathology and Control. Dordrecht: Springer Netherlands; 2007. Available from: [https://doi.org/10.1007/978-1-4020-2626-3].
  7. Zakaria L. Diversity of Colletotrichum species associated with anthracnose disease in tropical fruit crops- A review. Agric. 2021; 11(4): 297. Available from: [https://doi.org/10.3390/agriculture11040297].
  8. Bordoh PK, Ali A, Dickinson M, Siddiqui Y, Romanazzi G. A review on the management of postharvest anthracnose in dragon fruits caused by Colletotrichum spp. Crop Prot. 2020; 130: 105067. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.cropro.2019.105067].
  9. Stępień Ł, Lalak-Kańczugowska J, Witaszak N, Urbaniak M. Fusarium Secondary Metabolism Biosynthetic Pathways: So Close but So Far Away. In: Mérillon JM, Ramawat KG, editores. Co-Evolution of Secondary Metabolites. Reference Series in Phytochemistry Cham: Springer International Publishing. 2020; 211-247. Available from: [https://doi.org/10.1007/978-3-319-96397-6_28].
  10. Thrane U. Fusarium. Encyclopedia of Food Microbiology: Second Edition. Elsevier; 2014. p. 76-81. [https://doi.org/10.1016/B978-0-12-384730-0.00141-5].
  11. Snowdon AL. Post-Harvest Diseases and Disorders of Fruits and Vegetables: Volume 1: General Introduction and Fruits (1st ed.). CRC Press; 1990. Available from: [https://doi.org/10.1201/b18214].
  12. Bautista-Baños S, Bosquez-Molina E, Barrera-Necha LL. Rhizopus stolonifer (soft rot). In: Postharvest decay. Elsevier; 2014. p. 1-44. Available from: [https://doi.org/10.1016/B978-0-12-411552-1.00001-6].
  13. Liu Q, Chen Q, Liu H, Du Y, Jiao W, Sun F, et al. Rhizopus stolonifer and related control strategies in postharvest fruit: A review. Heliyon. 2024; 10(8). Available from: [https://www.doi.10.1016/j.heliyon.2024.e29522].
  14. Wang Z, Sui Y, Li J, Tian X, Wang Q. Biological control of postharvest fungal decays in citrus: a review. Crit Rev Food Sci Nutr. 2022; 62(4): 861-70. Available from: [https://doi.org/10.1080/10408398.2020.1829542].
  15. Bhatta UK. Alternative management approaches of citrus diseases caused by Penicillium digitatum (green mold) and Penicillium italicum (blue mold). Front Plant Sci. 2022; 12: 833328. Available from: [https://doi.org/10.3389/fpls.2021.833328].
  16. Martini C, Mari M. Monilinia fructicola, Monilinia laxa (Monilinia rot, brown rot). In: Postharvest decay. Elsevier; 2014, p. 233-65. Available from: [https://doi.org/10.1016/B978-0-12-411552-1.00007-7].
  17. Islam T, Danishuddin TNT, Matin MN, Barai HR, Haque MA. Resistance Mechanisms of Plant Pathogenic Fungi to Fungicide, Environmental Impacts of Fungicides, and Sustainable Solutions. Plants. 2024; 13(19): 2737. Available from: [https://doi.org/10.3390/plants13192737].
  18. Pimentão AR, Cuco AP, Pascoal C, Cássio F, Castro BB. Current trends and mismatches on fungicide use and assessment of the ecological effects in freshwater ecosystems. Environ Pollut. 2024; 347: 123678. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.envpol.2024.123678].
  19. Thakur A, Thakur B, Kumar R. Post-harvest management of medicinal and aromatic plants: Current trends and recent advances. JEOBP. 2025; 28(1): 1-23. Available from: [https://doi.org/10.1080/0972060X.2025.2461495].
  20. Ivanov M, Ćirić A, Stojković D. Emerging Antifungal Targets and Strategies. Int J Mol Sci. 2022; 23(5): 2756. Available from: [https://doi.org/10.3390/ijms23052756].
  21. Singh HP, Batish DR, Kohli RK. Allelopathic Interactions and Allelochemicals: New Possibilities for Sustainable Weed Management. Crit Rev Plant Sci. 2003; 22(3-4): 239-311. [https://doi.org/10.1080/713610858].
  22. Feliziani E, Romanazzi G. Preharvest application of synthetic fungicides and alternative treatments to control postharvest decay of fruit. Stewart Postharvest Rev. 2013; 9(3): 1-6. Available from: [https://doi.org/10.2212/spr.2013.3.3].
  23. Sui Y, Liao Q, Leng J, Chen Z. Eco-friendly biocontrol strategies for management of postharvest fungal decays in kiwifruit: A review. Int J Food Microbiol. 2025; 432: 111106. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2025.111106].
  24. Kalkan F. Management of Postharvest Diseases via Eco-Friendly Technologies: A Review of Recent Research. Hortic. 2025; 11(9): 1056. Available from: [https://doi.org/10.3390/horticulturae11091056].
  25. Shukla R, Kumar A, Singh P, Dubey NK. Efficacy of Lippia alba (Mill.) N.E. Brown essential oil and its monoterpene aldehyde constituents against fungi isolated from some edible legume seeds and aflatoxin B1 production. Int J Food Microbiol. 2009; 135(2): 165-70. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2009.08.002].
  26. Singh G, Rao G, Kapoor PS, Singh OP. Chemical constituents and antifungal activity of Lippia alba Mill leaf essential oil. JMAPS. 2000; 22: 701-703. Available from: [https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20013071705].
  27. Arruda R do C de O, Victorio CP, Boaretto AG, Carollo CA, Farias C da S, Marchetti CR, et al. Essential oil composition, antifungal activity and leaf anatomy of Lippia alba (Verbenaceae) from Brazilian Chaco. JMPR. 2019; 13(4): 79-88. [https://doi.org/10.5897/JMPR2018.6700].
  28. Crovetto RM. Plantas utilizadas en medicina en el NO de Corrientes. Fundación Miguel Lillo. Fundación Miguel Lillo; 1981 Available from: [https://www.lillo.org.ar/editorial/index.php/publicaciones/catalog/book/209].
  29. Passone MA, Etcheverry M. Antifungal impact of volatile fractions of Peumus boldus and Lippia turbinata on Aspergillus section Flavi and residual levels of these oils in irradiated peanut. Int J Food Microbiol. 2014; 168-169: 17-23. [https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2013.10.009].
  30. Girardi NS, García D, Passone MA, Nesci A, Etcheverry M. Microencapsulation of Lippia turbinata essential oil and its impact on peanut seed quality preservation. Int Biodeter Biodegrad. 2017; 116: 227-233. [https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2016.11.003].
  31. Corzo FL, Calvo FE, Lizarraga EF, Marcial GE, Mercado MI. Essential Oil Profiles of Lippia turbinata (Verbenaceae) from Argentina: Insights from a Systematic Review and Meta-Analysis. Chem Open. 14(11): 2500203. [https://doi.org/10.1002/open.202500203].
  32. M51 | Method for Antifungal Disk Diffusion Susceptibility Testing of Nondermatophyte Filamentous Fungi. Available from: [https://clsi.org/shop/standards/m51/].
  33. Alvarez-Castellanos PP, Bishop CD, Pascual-Villalobos MJ. Antifungal activity of the essential oil of flowerheads of garland chrysanthemum (Chrysanthemum coronarium) against agricultural pathogens. Phytochemistry. 2001; 57(1): 99-102. [https://doi.org/10.1016/S0031-9422(00)00461-1].
  34. Schindelin J, Rueden CT, Hiner MC, Eliceiri KW. The ImageJ ecosystem: An open platform for biomedical image analysis. Mol Reprod Dev 2015; 82(7-8): 518-529, [https://doi.org/10.1002/mrd.22489].
  35. R Core Team. R Studio-Vienna, Austria: R Foundation for Statistical Computing; 2023. Available from: [https://www.R-project.org/].
  36. Adams C. Secondary and Higher Order Structural Characterization of Peptides and Proteins by Mass Spectrometry. Digital Comprehensive Summaries of Uppsala Dissertations from the Faculty of Science and Technology, 2007; Available from: [https://urn.kb.se/resolve?urn=urn:nbn:se:uu:diva-7861].
  37. Cai J, Yan R, Shi J, Chen J, Long M, Wu W, et al. Antifungal and mycotoxin detoxification ability of essential oils: A review. Phytother Res. 2022; 36(1): 62-72. Available from: [https://doi.org/10.1002/ptr.7281].
  38. Rasul MG. Extraction, isolation and characterization of natural products from medicinal plants. Int J Basic Sci Appl Comput. 2018; 2(6): 1-6. Available from: [https://www.researchgate.net/publication/330702256].
  39. Matrose NA, Obikeze K, Belay ZA, Caleb OJ. Impact of spatial variation and extraction solvents on bioactive compounds, secondary metabolites and antifungal efficacy of South African Impepho [Helichrysum odoratissimum (L.) Sweet]. Food Biosci. 2021; 42: 101139. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.fbio.2021.101139].
  40. Castro DM, Ming LC, Marques MOM. Biomass production and chemical composition of Lippia alba (Mill.) N.E.Br. EX Britt & Wilson in leaves on different plant parts in differen seasons. Acta Hortic. 2002; (569): 111-5. Available from: [https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2002.569.18].
  41. Blanco M. Rendimiento de biomasa y aceite esencial de quimiotipos de Lippia alba (Mill.) N. E. Brown en respuesta a las prácticas agronómicas, y sus propiedades farmacológicas [Tesis]. Universidad Nacional de La Plata; 2014 [citado 11 de octubre de 2025]. Available from: [http://sedici.unlp.edu.ar/handle/10915/43581].
  42. Brusotti G, Cesari I, Dentamaro A, Caccialanza G, Massolini G. Isolation and characterization of bioactive compounds from plant resources: The role of analysis in the ethnopharmacological approach. J Pharm Biomed Anal. 2014; 87: 218-28. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.jpba.2013.03.007].
  43. Peixoto MG, Blank AF, Arrigoni-Blank MF, Gagliardi PR, Melo JO, Nizio DAC, et al. Activity of essential oils of Lippia alba chemotypes and their major monoterpenes against phytopathogenic fungi. Biosci J. 2018; 34(5): 1136-1146. Available from: [http://www.seer.ufu.br/index.php/biosciencejournal/article/view/39385/24200].
  44. Tomazoni EZ, Pansera MR, Pauletti GF, Moura S, Ribeiro RTS, Schwambach J. In vitro antifungal activity of four chemotypes of Lippia alba (Verbenaceae) essential oils against Alternaria solani (Pleosporeaceae) isolates. An Acad Bras Ciênc. 2016; 88(2): 999-1010. Available from: [https://doi.org/10.1590/0001-3765201620150019].
  45. Sabaly S, Tine Y, Diallo A, Faye A, Cisse M, Ndiaye A, et al. Antifungal Activity of Cyperus articulatus, Cyperus rotundus and Lippia alba Essential Oils against Aspergillus flavus Isolated from Peanut Seeds. J Fungi. 2024; 10(8): 591. Available from: [https://doi.org/10.3390/jof10080591].
  46. Leal LE, Alarcon A, Ortega Baes FP, Cayo F, Alarcón R. Effects of essential oils from two Lippia species on growth of phytopathogenic fungi. 2019. Available from: [https://notablesdelaciencia.conicet.gov.ar/handle/11336/127674].
  47. Sayago M, Ormeño I, Ajmat MT, Barbieri N. Essential oils and extracts from Argentinian northwest plants as potential biofungicides for olive and grapevine pathogens: in vitro studies. Rev Fac Ciencias Agrar UNCuyo. 2025; Ahead of Print. Available from: [https://revistas.uncu.edu.ar/ojs3/index.php/RFCA/article/view/7813].
  48. Dellacasa AD, Bailac PN, Ponzi MI, Ruffinengo SR, Eguaras MJ. In vitro Activity of Essential Oils from San Luis-Argentina Against Ascosphaera apis. J Essent Oil Res. 2003; 15(4): 282-5. Available from: [https://doi.org/10.1080/10412905.2003.9712143].
  49. Almeida MC, Pina ES, Hernandes C, Zingaretti SM, Taleb-Contini SH, Salimena FRG, et al. Genetic diversity and chemical variability of Lippia spp. (Verbenaceae). BMC Res Notes. 2018; 11(1): 725. Available from: [https://doi.org/10.1186/s13104-018-3839-y].
  50. Blanco MA, Colareda GA, van Baren C, Bandoni AL, Ringuelet J, Consolini AE. Antispasmodic effects and composition of the essential oils from two South American chemotypes of Lippia alba. J Ethnopharm. 2013; 149(3): 803-9. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.jep.2013.08.007].
  51. Passone MA, Girardi NS, Ferrand CA, Etcheverry M. In vitro evaluation of five essential oils as botanical fungitoxicants for the protection of stored peanuts from Aspergillus flavus and A. parasiticus contamination. Int Biodeter Biodegrad. 2012; 70: 82-8. Available from: [https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2011.11.017].
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1.
Composição química e atividade antifúngica in vitro de óleos essenciais de Lippia alba e Lippia turbinata. Rev Fitos [Internet]. 18º de março de 2026 [citado 21º de março de 2026];20:e1977. Disponível em: https://revistafitos.far.fiocruz.br/index.php/revista-fitos/article/view/1977
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